 Show Nội dung Text: Hiện tượng hoạt hóa và ức chế enzim
RNases là một trong những enzyme được tế bào tiết ra phổ biến nhất, thực hiện một loạt các vai trò sinh học. Các chất ức chế Rnase thường được sử dụng trong quá trình tổng hợp cDNA, RT-PCR và RT-qPCR. Các chất ức chế Rnase là 1 yếu tố quan trọng ảnh hưởng tới sự thành công của quá trình tổng hợp cDNA; phản ứng RT-PCR, RT-qPCR, phiên mã trong ống nghiệm hoặc thử nghiệm dịch mã. RNase, còn được gọi là ribonuclease, là enzyme thủy phân liên kết của phân tử RNA. Chúng là một thành phần không thể thiếu trong quá trình xử lý, phân hủy RNA và điều hòa gen [1][2][3][4]. Tất cả các sinh vật đều chứa RNase, cho thấy rằng chúng là một phần quan trọng đối với sự sống [1][5]. Trên thực tế, lượng RNase trong các sinh vật là rất nhiều, đến nỗi sự hiện diện của chúng thường gây ảnh hưởng bất lợi cho các kỹ thuật liên quan đến RNA, như tổng hợp cDNA, RT-PCR, RT-qPCR, v.v. Ngoài ra, Rnase còn có nhiều loại khác nhau và được chia thành hai nhóm lớn: endoribonuclease và exoribonuclease [1]. Endoribonuclease là các enzym phân cắt bên trong các phân tử RNA – chúng thủy phân các liên kết phosphodiester nằm ở giữa để phân cắt RNA [1][6][7]. Endoribonuclease có thể được chia thành 3 nhóm: Enzyme đặc hiệu cho RNA sợi đơn (ví dụ RNase A), Enzyme đặc hiệu cho RNA sợi kép (ví dụ RNase C) và Enzyme đặc hiệu cho các cơ chất khác(ví dụ RNase H) [8].
Exoribonuclease là các enzym phân cắt các phân tử RNA bên ngoài – chúng phủy phân liên kết phosphodiester từ hai đầu: 5′ hoặc 3′ [ 1][ 25]. Thông thường một endoribonuclease sẽ bắt đầu cắt RNA từ giữa và sau đó exoribonuclease sẽ hoàn thành công việc phân hủy hoàn toàn RNA [6]. Do, đầu 3′ RNA thông thường được bảo vệ bởi cấu trúc kẹp tóc và đầu 5′ được bảo vệ bởi cấu trúc CAP, vì vậy trước tiên chúng phải được cắt ở giữa để exoribonuclease có thể tiếp cận đầu 5’ hoặc 3’ mà chúng có thể bắt đầu thủy phân [6]. Dưới đây là một số ví dụ về exoribonuclease.
RNases có thể được tìm thấy ở đâu?Như đã đề cập trước đây, tất cả các sinh vật nhân sơ và sinh vật nhân chuẩn đều chứa RNase, nhưng không phải tất cả các sinh vật đều có RNase giống nhau – có những loại tương đồng, nhưng cũng có những loại hoàn toàn khác nhau [1][5]. Ví dụ, Exoribonuclease I chỉ có ở sinh vật nhân thực [ 32][ 33]. RNase có mặt trong hầu hết các tế bào của cơ thể, một số trong số chúng cũng được tiết ra bên ngoài tế bào [ 1][ 10]. Ví dụ: ở người, các RNase được tiết ra này giúp bảo vệ cơ thể chúng ta khỏi virus RNA [1][ 34]. Tại sao RNase lại quan trọng?Mặc dù RNases có thể gây ra những ảnh hưởng không mong muốn cho thí nghiệm của bạn và làm suy thoái RNA mà bạn đang làm việc cùng, nhưng chúng vẫn rất cần thiết cho sự sống nói chung. Rất nhiều chức năng và vai trò khác nhau mà RNase đã được đề cập, vì vậy đây là một danh sách ngắn chỉ để tổng hợp.
Chất ức chế RNase là gì?Như tên gọi, chất ức chế Rnase có khả năng ức chế hoạt động của RNase. Chính xác hơn, chúng là các protein liên kết ái lực rất cao với các RNase tương ứng [40]. Vì vậy, chức năng quan trọng của các chất ức chế RNase hay được đề cập đối với nghiên cứu và chẩn đoán là bảo vệ các mẫu RNA khỏi sự thoái hóa đến từ RNase [41]. Mọi người thường nhầm tưởng sau khi tinh sạch RNA thì sẽ không còn RNases nào có thể gây ảnh hưởng cho thí nghiệm, nhưng thực tế RNases có thể dễ dàng xâm nhập vào mẫu từ môi trường. Ví dụ: Nếu bạn không sử dụng găng tay lúc thao tác, nếu bạn chưa vệ sinh pipet đúng cách hoặc thậm chí là do sử dụng máy điều hòa không khí. Mặc dù RNase phổ biến, nhưng các chất ức chế của chúng không phổ biến trong tự nhiên như các lựa chọn tổng hợp. Trong phòng thí nghiêm, các chất ức Rnase được tổng hợp chủ yếu ức chế hoạt động của RNase A, RNase B và RNase C. Đối với các RNase khác, thực sự không có nhiều chất ức chế trên thị trường. Tại sao vậy? Có một lý do đơn giản – cho đến nay rất ít chất ức chế được mô tả đúng đặc điểm. Tuy nhiên, một loại được miêu tả đặc trưng rõ ràng là chất ức chế RNase nhau thai của con người, được biết là có tác dụng ức chế RNase A và các chất tương đồng của nó ở các động vật có vú khác [40]. Giống như RNase, chất ức chế của chúng cũng có xu hướng là loài hoặc ít nhất là lớp cụ thể [41][42]. Ví dụ, các chất ức chế RNase của động vật có vú không thể liên kết với một số loại RNase nhất định từ các loài không phải động vật có vú khác [42]. Cơ chế này được sử dụng trong nghiên cứu ung thư, trong đó RNase của động vật lưỡng cư được sử dụng để tiêu diệt tế bào ung thư [40][42]. Một ứng dụng khác cho cơ chế này là liệu pháp ức chế RNase cho dị ứng [40]. Có nhiều phương pháp khác cũng như cách sử dụng chất ức chế RNase để chữa bệnh ung thư và các bệnh khác, điều này tiếp tục chứng minh tầm quan trọng của các phân tử nhỏ này [42]. Hiện nay, ứng dụng phổ biến của các chất ức chế RNAse là trong các kỹ thuật thao tác với RNA như xét nghiệm, chẩn đoán bệnh do virus gây ra bằng kỹ thuật RT-PCR, Realtime RT-PCR. RiboGripTM là gì ?RiboGripTM là chất ức chế ribonuclease được thiết kế dựa trên cấu trúc protein của RNase đến từ Solis BioDyne, có khả năng làm bất hoạt RNase A, RNase B và RNase C. Nó ức chế hoạt động của các ribonuclease A này bằng cách liên kết không cộng hóa trị không cạnh tranh ở tỷ lệ 1:1. RiboGripTM duy trì hoạt tính ít nhất trong 1 giờ ở 60°C. Đồng thời nhờ công nghệ Stability TAG, RiboGripTM không bị mất hoạt tính trong tối đa 1 tháng ở nhiệt độ phòng. RiboGrip TM được sản xuất từ đâu ?RiboGripTM được tinh chế từ chủng E. coli biểu hiện quá mức mang plasmid có chứa gen mã hóa Chất ức chế RiboGrip RNase. RiboGrip TM có thể tìm được trong sản phẩm nào?Để mang tới những lợi ích tốt nhất cho khách hàng, RiboGrip TM đã được Solis BioDyne cung cấp sẵn trong tất cả các sản phẩm RT-qPCR và trong Bộ CoV 1 bước SOLIScript ® của mình, nhằm giảm thiểu những ảnh hưởng của việc nhiễm RNase trong thí nghiệm. Ngoài ra, Solis BioDyne cũng cung cấp sản phẩm RiboGrip™ RNase Inhibitor nhằm hỗ trợ người dùng trong nhiều thí nghiệm liên quan tới RNA. Tại sao lại là RiboGrip™?
Link bài gốc: https://solisbiodyne.com/EN/rnases-and-their-inhibitors/ Tài liệu tham khảo[1] Arraiano, C. M., Andrade, J. M., Domingues, S., Guinote, I. B., Malecki, M., Matos, R. G, Moreira, R. N., Pobre, V., Reis, F. P., Saramago, M.; Silva, I. J., Viegas, S. C. (2010). The critical role of RNA processing and degradation in the control of gene expression. FEMS Microbiology Reviews, 34(5), 883–923, https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.2010.00242.x [2] Snow, S., Bacon, E., Bergeron, J., Katzman, D., Wilhelm, A., Lewis, O., Syangtan, D., Calkins, A.; Archambault, L., Anacker, M. L., Schlax, P. J. (2020). Transcript decay mediated by RNase III in Borrelia burgdorferi. Biochemical and Biophysical Research Communications, 529(2), 386–391. doi:10.1016/j.bbrc.2020.05.201 [3] Wellner, K., Betat, H., Mörl, M. (2018). A tRNA’s fate is decided at its 3′ end: Collaborative actions of CCA-adding enzyme and RNases involved in tRNA processing and degradation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Gene Regulatory Mechanisms, 1861(4), 433-441. doi: 10.1016/j.bbagrm.2018.01.012. [4] Kang, S. O., Caparon, M. G., Cho, K. H. (2010). Virulence Gene Regulation by CvfA, a Putative RNase: the CvfA-Enolase Complex in Streptococcus pyogenes Links Nutritional Stress, Growth-Phase Control, and Virulence Gene Expression. Infection and Immunity, 78(6), 2754–2767. doi:10.1128/IAI.01370-09 [5] Hartmann, E., Hartmann, R.K. (2003). The enigma of ribonuclease P evolution. Trends in Genetics, 19(10), 561-569. https://doi.org/10.1016/j.tig.2003.08.007 [6] Tomecki, R. & Dziembowski, A. (2010). Novel endoribonucleases as central players in various pathways of eukaryotic RNA metabolism. RNA, 16(9), 1692–1724. https://doi.org/10.1261/rna.2237610 [7] Ming Li, W., Barnes, T., Lee, C. H. (2010). Endoribonucleases – enzymes gaining spotlight in mRNA metabolism., 277(3), 627–641. doi:10.1111/j.1742-4658.2009.07488.x [8] Murchison, E.P. (2013). RNAases. In S. Maloy, K. Huges (Ed.). Brenner’s Encyclopedia of Genetics (Second Edition, pp. 270). Academic Press. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-374984-0.01355-3. [9] Beintema J. J. & van der Laan J. M. (1986). Comparison of the structure of turtle pancreatic ribonuclease with those of mammalian ribonucleases. FEBS Lett, 194(2), 338-42. doi: 10.1016/0014-5793(86)80113-2. [10] Gotte, G. & Menegazzi, M. (2019). Biological Activities of Secretory RNases: Focus on Their Oligomerization to Design Antitumor Drugs. Frontiers in immunology, 10, 2626. https://doi.org/10.3389/fimmu.2019.02626. [11] Gutte, B. & Merrifield, R. B. (1971), “The Synthesis of Ribonuclease A”, The Journal of Biological Chemistry, 246 (6), 1922–1941. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)62396-8. [12] Kresge, N., Simoni, R.D., Hill, R.L. (2006). The Solid Phase Synthesis of Ribonuclease A by Robert Bruce Merrifield. Journal of Biological Chemistry, 281(26): e21-e23. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(20)55702-5. [13] Rudd, P. M., Joao, H. C., Coghill, E., Fiten, P., Saunders, M. R., Opdenakker, G., Dwek, R. A. (1994). Glycoforms modify the dynamic stability and functional activity of an enzyme. Biochemistry, 33(1), 17–22. doi:10.1021/bi00167a003 [14] Arnold U., Schierhorn A., Ulbrich-Hofmann R. (1999). Modification of the unfolding region in bovine pancreatic ribonuclease and its influence on the thermal stability and proteolytic fragmentation. Eur J Biochem, 259(1-2), 470-5. doi: 10.1046/j.1432-1327.1999.00059.x. [15] Court, D. L., Gan, J., Liang, Y. H., Shaw, G. X., Tropea, J. E., Costantino, N., Waugh, D. S., & Ji, X. (2013). RNase III: Genetics and function; structure and mechanism. Annual review of genetics, 47, 405–431. https://doi.org/10.1146/annurev-genet-110711-155618 [16] Cerritelli, S. M. & Crouch, R. J. (2009). Ribonuclease H: the enzymes in eukaryotes. The FEBS journal, 276(6), 1494–1505. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2009.06908.x [17] Guerrier-Takada C., Gardiner K., Marsh T., Pace N., Altman S. (1983) The RNA moiety of ribonuclease P is the catalytic subunit of the enzyme. Cell, 3 Pt 2, 849-57. doi: 10.1016/0092-8674(83)90117-4. [18] Robertson H. D., Altman S., Smith J. D. (1972). Purification and properties of a specific Escherichia coli ribonuclease which cleaves a tyrosine transfer ribonucleic acid presursor. J Biol Chem, 247(16), 5243-51. [19] The Nobel Prize in Chemistry 1989. The Nobel Prize. Retrieved 16 January 2022, from https://www.nobelprize.org/prizes/chemistry/1989/summary/ [20] Reiner, R., Ben-Asouli, Y., Krilovetzky, I., Jarrous, N. (2006). A role for the catalytic ribonucleoprotein RNase P in RNA polymerase III transcription. Genes & development, 20(12), 1621–1635. https://doi.org/10.1101/gad.386706 [21] Holzmann J., Frank P., Löffler E., Bennett K. L., Gerner C., Rossmanith, W. (2008). RNase P without RNA: identification and functional reconstitution of the human mitochondrial tRNA processing enzyme. Cell, 135(3), 462-74. doi: 10.1016/j.cell.2008.09.013. PMID: 18984158. [22] Mackie, G. (2013). RNase E: at the interface of bacterial RNA processing and decay. Nat Rev Microbiol 11, 45–57. https://doi.org/10.1038/nrmicro2930 [23] Manasherob, R., Miller, C., Kim, K., Cohen, S. N. (2012). Ribonuclease E Modulation of the Bacterial SOS Response. PLoS ONE, 7(6), e38426. doi:10.1371/journal.pone.0038426 [24] Wachi, M., Umitsuki, G., Shimizu, M., Takada, A., Nagai, K. (1999). Escherichia coli cafA Gene Encodes a Novel RNase, Designated as RNase G, Involved in Processing of the 5′ End of 16S rRNA. Biochemical and Biophysical Research Communications, 259(2), 0–488. doi:10.1006/bbrc.1999.0806 [25] Zuo, Y. & Deutscher, M. P. (2001). Exoribonuclease superfamilies: structural analysis and phylogenetic distribution. Nucleic acids research, 29(5), 1017–1026. https://doi.org/10.1093/nar/29.5.1017 [26] Briani F., Carzaniga T., Dehò G. (2016). Regulation and functions of bacterial PNPase. Wiley Interdiscip Rev RNA, 7(2):241-58. doi: 10.1002/wrna.1328. [27] Portnoy, V., Palnizky, G., Yehudai-Resheff, S., Glaser, F., Schuster, G. (2008). Analysis of the human polynucleotide phosphorylase (PNPase) reveals differences in RNA binding and response to phosphate compared to its bacterial and chloroplast counterparts. RNA, 14(2), 297–309. https://doi.org/10.1261/rna.698108 [28] Zuo, Y. & Deutscher, M. P. (1999). The DNase activity of RNase T and its application to DNA cloning, Nucleic Acids Research, 27(20), 4077–4082, https://doi.org/10.1093/nar/27.20.4077 [29] Zuo, Y., Deutscher, M. P. (2002). The Physiological Role of RNase T Can Be Explained by Its Unusual Substrate Specificity. Journal of Biological Chemistry, 277(33), 29654–29661. doi:10.1074/jbc.m204252200 [30] Hsiao, Y. Y., Duh, Y., Chen, Y. P., Wang, Y. T., & Yuan, H. S. (2012). How an exonuclease decides where to stop in trimming of nucleic acids: crystal structures of RNase T-product complexes. Nucleic acids research, 40(16), 8144–8154. https://doi.org/10.1093/nar/gks548 [31] Ghosh, S. & Deutscher, M. P. (1999). Oligoribonuclease is an essential component of the mRNA decay pathway. Proceedings of the National Academy of Sciences, 96(8), 4372–4377. doi:10.1073/pnas.96.8.4372 [32] Nagarajan, V. K., Jones, C. I., Newbury, S. F., & Green, P. J. (2013). XRN 5’→3′ exoribonucleases: structure, mechanisms and functions. Biochimica et biophysica acta, 1829(6-7), 590–603. https://doi.org/10.1016/j.bbagrm.2013.03.005 [33] Andrew M. P., Kristina D., Catherine M., Richard D. K., Arlen W. J. (1998). Mutational analysis of exoribonuclease I from Saccharomyces cerevisiae, Nucleic Acids Research, 26(16), 3707–3716. https://doi.org/10.1093/nar/26.16.3707 [34] Ilinskaya, O. N., & Mahmud, R. S. (2014). Ribonucleases as antiviral agents. Molecular biology, 48(5), 615–623. https://doi.org/10.1134/S0026893314040050 [35] Sato, A., Naito, T., Hiramoto, A., Goda, K., Omi, T., Kitade, Y., Sasaki, T., Matsuda, A., Fukushima, M., Wataya, Y., Kim, H.-S. (2010). Association of RNase L with a Ras GTPase-activating-like protein IQGAP1 in mediating the apoptosis of a human cancer cell-line, 277(21), 4464–4473. doi:10.1111/j.1742-4658.2010.07833.x [36] Ramage, H. R., Connolly, L. E., Cox, J. S. (2009). Comprehensive functional analysis of Mycobacterium tuberculosis toxin-antitoxin systems: implications for pathogenesis, stress responses, and evolution. PLoS Genet, 5(12):e1000767. doi: 10.1371/journal.pgen.1000767. [37] Thompson, D. M. & Parker, R (2009). The RNase Rny1p cleaves tRNAs and promotes cell death during oxidative stress in Saccharomyces cerevisiae. J Cell Biol, 185 (1): 43–50. doi: https://doi.org/10.1083/jcb.200811119 [38] Lasch, M., Kumaraswami, K., Nasiscionyte, S., Kircher, S., van den Heuvel, D., Meister, S., Ishikawa-Ankerhold, H., & Deindl, E. (2020). RNase A Treatment Interferes With Leukocyte Recruitment, Neutrophil Extracellular Trap Formation, and Angiogenesis in Ischemic Muscle Tissue. Frontiers in physiology, 11, 576736. https://doi.org/10.3389/fphys.2020.576736 [39] Williams, J. S., Wu, L., Li, S., Sun, P., Kao, T.-H. (2015). Insight into S-RNase-based self-incompatibility in Petunia: recent findings and future directions. Frontiers in Plant Science, 6(), –. doi:10.3389/fpls.2015.00041 [40] Yakovlev, G. I., Mitkevich, V. A., Makarov, A. A. (2006). Ribonuclease Inhibitors. Molecular Biology, 40(6): 867-874. DOI: 10.1134/S0026893306060045 [41] Dickson, K. A., Haigis, M. C., Raines, R. T. (2005). Ribonuclease inhibitor: structure and function. Progress in nucleic acid research and molecular biology, 80, 349–374. https://doi.org/10.1016/S0079-6603(05)80009-1 [42] Ardelt, W., Shogen, K., Darzynkiewicz, Z. (2008). Onconase and amphinase, the antitumor ribonucleases from Rana pipiens oocytes. Current pharmaceutical biotechnology, 9(3), 215–225. https://doi.org/10.2174/138920108784567245 |
